Морфобиологические особенности генеративных органов фертильных и стерильных растений свеклы столовой и их изменчивость в результате самоопыления (обзор)

Свекла считается сложным селекционным объектом, ввиду биологических особенностей, затрудняющих получение гибридного семенного потомства. У перекрестноопыляемых культур максимальная гибридность достигается при использовании стерильных материнских растений, которые в природе встречаются крайне редко. Одним из способов выделения из сложной гетерогенной популяции генотипов с цитоплазматической мужской стерильностью (ЦМС), которая контролируются рецессивными аллелями ядерных генов и S-фактором митохондриальной ДНК, является инбридинг. Основными отличительными признаками, позволяющими определить растения с мужской стерильностью, являются строение и окраска пыльников, и качественный состав пыльцы. Разнообразие фенотипического проявления маркерной окраски стерильных пыльников определяется соотношением различных пигментов. Разнокачественность пыльцевых зёрен фертильных и стерильных растений обусловлена отличиями их развития на поздних этапах андрогенеза. Степень стерилизации у разных генотипов варьирует, что связано со сложными регуляторными механизмами взаимодействия генетического аппарата ядра и цитоплазмы. Наряду с аномалиями микропопуляций пыльцевых зерен, при самоопылении возникают морфологические изменения в строении соцветий и числа органов цветков, что оказывает непосредственное влияние на семенную продуктивность растений. Обобщенные в данной публикации исследования актуальны и имеют существенное значение при выборе направления отбора в процессе создания новых селекционно-ценных биотипов.

1. Балков И.Я. Селекция сахарной свеклы на гетерозис. Москва: 1990.

2. Заячковский В.А., Старцев В.И., Балашова Н.Н. Разработка элементов гетерозисной селекции столовой свеклы. Гавриш. 1999;(3):24-25.

3. Вавилов Н.И. Ботанико-географические основы селекции. Москва: Государственное издательство сельскохозяйственной литературы;1935.

4. Budar F., Berthomé R. Cytoplasmic male sterilities and mitochondrial gene mutations in plants. Plant Mitochondria. 2007;(31):278–307. DOI: 10.1002/9780470986592.ch9

5. Буренин В.И. Использование инбридинга у свеклы. Сахарная свекла. 2015;(1):11-14. EDN UGALVV.

6. McGrath J.M., Panella L. Sugar Beet Breeding. In: Goldman I. Plant Breeding Reviews. 2018;(42):167-218. DOI: 10.1002/9781119521358.ch5

7. Owen F.V. Intheritance of crossand self-sterility and self-fertility in Beta vulgaris L. Journal of Agricuitural Research. 1942;(64):679-698.

8. Федорова М.И., Ветрова С.А., Козарь Е.Г. Особенности фенотипического проявления признака ЦМС семенных растений свёклы столовой. Овощи России. 2011;(3):18-23. https://doi.org/10.18619/20729146-2011-3-18-23. EDN OZMDRD.

9. Малецкий С.И. Варьирование цитоплaзматически контролируемой стерильности пыльцы у сахарной свеклы (Bets vulgaris L.) и ее связь с гетероплазмией митохондрий в клетках. Генетика. 1995;31(11):1461-1467.

10. Жужжалова Т.П., Знаменская В.В., Подвигина О.А., Ярмолюк Г.И. Репродуктивная биология сахарной свеклы. Воронеж: 2007.

11. Зайковская Н.Э. Биология цветения, цитология и эмбриология сахарной свеклы. Биология и селекция сахарной свеклы. Москва; Колос: 1968.

12. Жужжалова Т.П. Репродуктивная биология свеклы (цитология и эмбриология). Эмбриология сахарной свёклы. Развитие мужского гаметофита. В: Малецкий С.И., редактор. Энциклопедия рода Beta: биология, генетика и селекция свеклы. Новосибирск: ООО «Издательство Сова»; 2010: 87.

13. Fedorova M.I., Kozar E.G., Vetrova S.A., Zayachkovskyi V.A., Stepanov V.A. Factors to affect inbred beet plants while developing material for linear selection. Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2019;4(23):439-447. DOI 10.18699/VJ19.512. EDN KFNMAT.

14. Купцов Н.С. Ультраструктура клеток тычинки фертильной и стерильной (ЦМС) форм сахарной свеклы разного уровня плоидности. Исследования по теоретической и прикладной генетике. Минск: Наука и техника; 1975.

15. Artschwager E. Pollen degeneration in male sterile sugar beet with special reference to the tapetal plasmodium. Journal of Agricultural Research. 1947;75(7/8):191-197.

16. Brooks J., Brooks M., Chien L. The anther tapetum in cytoplasmicgenetic male sterile Sorghum. American Journal of Botany.1966;53(9):902-907. DOI: 10.2307/2439813

17. Зайковская Н.Э., Жужжалова Т.П. Развитие пыльцевых трубок у самофертильных и самостерильных линий сахарной свеклы при изоляции. Цитология и генетика. 1976;10(1):57-61.

18. Голубева Е.А. Развитие пыльников фертильных и стерильных растений сахарной свеклы. Труды по прикладной ботанике генетике и селекции. 1983;(74):56-64.

19. Rohrbach U. Beiträge zum Problem der Pollensterilität bei B. vulgaris L. I. Untersuchungen űber die Ontogenese des Phänotyps. Pflancenzűcht. 1965;53(2):105-124.

20. Matsuhira H., Shinada H., YuiKurino R., Hamato N., Umeda M., Mikami T. at al. An anther-specific lipid transfer protein gene in sugar beet: its expression is strongly reduced in male-sterile plants with Owen cytoplasm. Physiologia Plantarum. 2007;(129):407–414. DOI: 10.1111/j.1399-3054.2006.00813.x

21. Козарь Е.Г., Фёдорова М.И., Ветрова С.А., Заячковский В.А. Связь пигментного состава с маркерной окраской стерильных пыльников ЦМС растений свеклы столовой. Новые и нетрадиционные растения и перспективы их использования. 2015;(11):221-225.

22. Norman J. K., Sakai A.K., Weller S.G., Dawson T. E. Inbreeding depression in morphological and physiological traits of Schiedea lydgatei (Caryophyllaceae) in two environments. Evolution. 1995;(49):297–306. DOI: 10.2307/2410340

23. Crnokrak P, Roff D. A. Inbreeding depression in the wild. Heredity.1999;(83):260-270. DOI: 10.1038/sj.hdy.6885530

24. Kristensen T. N., Dahlgaard J., Loeschcke V. Effects of inbreeding and environmental stress on fitness using Drosophila buzzatii as a model organism. Conservation Genetics. 2003;(4):453–465. DOI: 10.1023/A:1024763013798

25. Armbruster P., Reed D. Inbreeding depression in benign and stressful environments. Heredity. 2005;(95):235-242. DOI: 10.1038/sj.hdy.6800721

26. Souza C.L., Fernandes J.S. Predicting the range of inbreeding depression of inbred lines in cross-pollinated populations. Brazilian Journal of Genetics. 1997;20(1):e3790. DOI: 10.1590/S0100-84551997000100007

27. Cheptou P., Donohue K. Environment-dependent inbreeding depression: its ecological and evolutionary significance. New Phytologist. 2011;189(2):395–407. DOI: 10.1111/j.1469-8137.2010.03541.x

28. Angeloni F., Ouborg N., Leimu R. Meta-analysis on the association of population size and life history with inbreeding depression in plants. Biological Conservation. 2011;(144):35-43. DOI: 10.1016/j.biocon.2010.08.016

29. Cheptou P.O., Imbert E., Lepart J., Escarre J. Effects of competition on lifetime estimates of inbreeding depression in the outcrossing plant Crepis sancta (Asteraceae). Journal of Evolutionary Biology. 2000;13(3):522-531.

30. Малецкий С.И. Репродуктивная биология свеклы (цитология и эмбриология). Семенное размножение сахарной свеклы. В: Малецкий С.И., редактор. Энциклопедия рода Beta: биология, генетика и селекция свеклы. Новосибирск: ООО «Издательство Сова»; 2010: 52 с.

31. Жужжалова Т.П. Репродуктивная биология свеклы (цитология и эмбриология). Влияние инбридинга на формирование генеративных органов сахарной свеклы. В: Малецкий С.И., редактор. Энциклопедия рода Beta: биология, генетика и селекция свеклы. Новосибирск: ООО «Издательство Сова»; 2010: 164 с.

32. Entani T., Iwano M., Shiba H., Che FS, Isogai A., Takayama S. Comparative analysis of the self-incompatibility (S-) locus region of Prunus mume: identification of a pollen-expressed F-box gene with allelic diversity. Genes Cells. 2003;8(3):203-213. DOI: 10.1046/j.13652443.2003.00626.x

33. Yamane H., Ikeda K., Ushijima K., Sassa H., Tao R. A pollenexpressed gene for a novel protein with an F-box motif that is very tightly linked to a gene for S-RNase in two species of cherry, Prunus cerasus and P. avium. Plant and Cell Physiology. 2003;44(7):764-769. DOI: 10.1093/pcp/pcg088

34. Kubo KI, Entani T., Takara A, Wang N., Fields AM, Hua Z. et al. Collaborative non-self recognition system in S-RNase-based self-incompatibility. Science. 2010;330(6005):796-799. DOI: 10.1126/science.1195243

35. Малецкий С.И., Коновалов А.А. Внутривидовая самои перекрестная несовместимость. Генетический контроль размножения сахарной свеклы. Новосибирск: Наука; 1991.

36. Логвинов В.А., Красильников Е.А., Волгин В.В., Логвинова А.П., Кудрявцева Н.В. Самосовместимость сахарной свеклы в процессе инбридинга. Сельскохозяйственная биология растений. 1993;(3):22-25.

37. Корнеева М.А., Власюк Н.В. Влияние инбридинга на качество пыльцы опылителей сахарной свеклы разной степени гетерозиготнои. Актуальные проблемы генетики. 2003;(1):106-107.

38. Сеилова Л.Б., Абдурахманов А.А., Бияшев Т.З. Мутация, приводящая к образованию тетрад пыльцевых зерен у сахарной свеклы. Цитология и генетика. 1986;22(5):62-63.

39. Ветрова С.А. Оценка и отбор исходного материала для селекции на гетерозис свёклы столовой (Beta vulgaris L.). Автореферат диссертации канд. с.-х. наук. Москва, 2011.

40. Еременко Л.Л. Морфологические особенности овощных растений в связи с семенной продуктивностью. Новосибирск: Наука; 1975.

41. Ветрова С.А., Козарь Е.Г., Федорова М.И. Ускорение селекционного процесса для создания линейного материала свеклы столовой. Овощи России. 2019;(1):29-36. https://doi.org/10.18619/2072-9146-20191-29-36. EDN FHKSEP.