Молекулярно-генетическое изучение гена кислой хитиназы SE2 у образцов свеклы сахарной

Актуальность. Интеграция молекулярных маркеров в селекционный процесс открывает новые возможности для создания гибридов сахарной свеклы, более устойчивых к болезням. В листьях сахарной свеклы были идентифицированы две изоформы кислой хитиназы (соответствующие гены: SE1 и SE2), но только одна изоформа (SE2) проявляет экзохитиназную активность и способна эффективно гидролизовать хитоолигосахариды. Подобно SE2 гликолизированная изоформа хитиназы SP2 способна участвовать в процессах защиты сахарной свеклы от фитопатогенов.
Цель исследований – молекулярно-генетическое изучение гена кислой хитиназы SE 2, опосредованно связанного с формированием устойчивости к фузариозу у образцов сахарной свёклы.
Результаты. Для изучения гена кислой хитиназы SE2, локализованного на хромосоме 3, проведена амплификация с применением праймера FusA. Материалами служили 11 образцов сахарной свёклы (раздельноплодные МСформы, закрепители стерильности Оуэн-типа (О-типа), сростноплодные опылители). У всех генотипов обнаружен ДНК-фрагмент длиной 400 п.н. Выявлены нуклеотидные замены, локализованные в отдельных позициях CDS и отличающих исследуемые образцы от референсной последовательности (GenBank: A23398.1). Указанные вариации обнаружены у 4 из 11 исследованных образцов. Единственная несинонимичная замена c.500G>C, обнаруженная у генотипа genotype_3, приводила к замене Gly→Ala в позиции 167 (p.Gly167Ala). В остальных генотипах аминокислотная последовательность полностью совпадала с референсной.
Заключение. Установлено, что исследованный фрагмент гена SE2 характеризуется высокой степенью консервативности как на нуклеотидном, так и на аминокислотном уровне, а выявленные различия имеют преимущественно нейтральный характер, за исключением единственной потенциально значимой аминокислотной замены у генотипа genotype_3. 

1. Liu Q., Liu L., Luo Ch., Cheng D., Dai C., Shi Sh., Liang N., Liu T. Analysis of Cytoplasm Polymorphism on the TR2 Locus of Mitochondria Genome in Leaf Beet Line SK-5. Advances in Biological Sciences Research. 2017;4:292-296. https://doi.org/10.2991/bbe-17.2017.48

2. El-Mageed A. et. al. Evaluation of powdery mildew disease resistance of eight sugar beet varieties using agronomic traits and ISSR markers. Environment, Biodiversity and Soil Security. 2022;6:91-101. https://doi.org/10.21608/JENVBS.2022.134278.1174

3. Lewellen R. T., Schrandt J. K. Inheritance of Powdery Mildew Resistance in Sugar Beet Derived from Beta vulgaris subsp. Maritima. Plant Disease. 2001;85:627-631. https://doi.org/10.1094/PDIS.2001.85.6.627

4. Natarajan S., Kim H., Thamilarasan S., Veerappan K., Park J., Nou I. Whole Genome Re-Sequencing and Characterization of Powdery Mildew Disease-Associated Allelic Variation in Melon. PLoS One. 2016;11:e0157524. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0157524

5. Stognienko O.I., Stognienko E.S. Field resistance of sugar beet f1 hybrids to the most harmful diseases under conditions of the central black-earth region. Agricultural Science. 2019;2:75-78. https://doi.org/10.32634/0869-8155-2019-326-2-75-78. (In Russ.) https://www.elibrary.ru/pkelfs

6. Chiniquy D., Underwood W., Corwin J., Ryan A., Szemenyei H., Lim C.C., Stonebloom S.H., Birdseye D.S., Vogel J., Kliebenstein D., Scheller H.V., Somerville S. PMR5, an acetylation protein at the intersection of pectin biosynthesis and defense against fungal pathogens. Plant Journal. 2019;100:1022-1035. https://doi.org/10.1111/tpj.14497

7. Yerzhebayeva R., Abekova A., Konysbekov K., Bastaubayeva Sh., Kabdrahkmanova A., Absattrova A., Shavrukov Y. Two sugar beet chitinase genes, BvSP2 and BvSE2, analysed with SNP Amplifluor-like markers, are highly expressed after Fusarium root rot inoculation and field susceptibility trial. Peer J. 2018;6:2-19. https://doi.org/10.7717/peerj.5127

8. Ohnuma T, Numata T, Osawa T, Mizuhara M, Vårum KM, Fukamizo T. Crystal structure and mode of action of a class V chitinase from Nicotiana tabacum. Plant Molecular Biology. 2011;75:291-304. https://doi.org/10.1007/s11103-010-9727-z

9. Grimmer M., Bean K., Asher M. Mapping of 5 resistance genes to sugar-beet powdery mildew using AFLP and anchored SNP markers. Theoretical and Applied Genetics. 2007;115:67-75. https://doi.org/10.1007/s00122-007-0541-1/

10. Tamura K., Stecher G., Kumar S. MEGA11: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 11. Mol Biol Evol. 2021;38:3022-3027. https://doi.org/10.1093/molbev/msab120

11. Lemoine F., Correia D., Lefort V., Doppelt-Azeroual O., Mareuil F., Cohen-Boulakia S., Gascuel O. NGPhylogeny.fr: new generation phylogenetic services for non-specialists. Nucleic Acids Research. 2019;47:260-265. https://doi.org/10.1093/nar/gkz303

12. Criscuolo A., Gribaldo S. BMGE (Block Mapping and Gathering with Entropy): a new software for selection of phylogenetic informative regions from multiple sequence alignments. BMC Ecology and Evolution. 2010;10:210. https://doi.org/10.1186/1471-2148-10210

13. Cock P.J., Antao T., Chang J.T., Chapman B.A., Cox C.J., Dalke A., Friedberg I., Hamelryck T., Kauff F., Wilczynski B., de Hoon M.J. Biopython: freely available Python tools for computational molecular biology and bioinformatics. Bioinformatics. 2009;25:1422-1443. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp163

14. Hart R.K., Fokkema I., DiStefano M., Hastings R., Laros J.F.J., Taylor R., Wagner A.H., den Dunnen J.T. HGVS Nomenclature 2024: improvements to community engagement, usability, and computability. Genome Medicine. 2024;16:149. https://doi.org/10.1186/s13073-024-01421-5

15. Ma H., Liu Y., Zhao X., Zhang S., Ma H. Exploring and applying genes to enhance the resistance to Fusarium head blight in wheat. Frontiers in Plant Science. 2022;13:1026611. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.1026611

16. Zhao Y., Wang D., Ji M., Tian J., Ding H., Deng Z. Transcriptome Dynamic Analysis Reveals New Candidate Genes Associated with Resistance to Fusarium Head Blight in Two Chinese Contrasting Wheat Genotypes. International Journal of Molecular Sciences. 2023;24:4222. DOI: 10.3390/ijms24044222.

17. Zhang Y.J., Ren L.L., Lin X.Y., Han X.M., Wang W., Yang Z.L. Molecular evolution and functional characterization of chitinase gene family in Populus trichocarpa. Gene. 2022;822:146329. https://doi.org/10.1016/j.gene.2022.146329

18. Funkhouser J.D., Aronson N.N. Jr. Chitinase family GH18: evolutionary insights from the genomic history of a diverse protein family. BMC Ecology and Evolution. 2007;7:96. https://doi.org/10.1186/1471-2148-7-96